Chapitres

Techniques diagnostiques

Les différentes approches possibles dans le diagnostic viral, directe et indirecte, seront mieux comprises par quelques exemples pratiques détaillés. Nous décrivons ici quelques techniques de détection d’anticorps, de détection et de caractérisation des virus (sous-types, résistance aux médicaments antiviraux).

> 1. Détection d'anticorps

> 2. Recherche directe du virus

> 3. Caractérisation du virus

1. Détection d'anticorps

Lorsqu’un animal ou un homme entre en contact avec un antigène étranger, il réagit par une réaction immunologique spécifique.

Cette réaction comprend deux volets : une réaction humorale avec la production d’anticorps qui reconnaissent l’antigène et une réaction cellulaire avec augmentation d’une population cellulaire cytotoxique spécifique.

Cette réaction survient aussi lors du contact avec un virus par infection ou vaccination.

La production d’anticorps spécifiques peut être détectée avec des techniques relativement simples.

Ces tests sont effectués généralement sur du sérum d’où le nom de tests sérologiques.

Les anticorps sont des protéines, nommées immunoglobulines ou gamma-globulines, divisées en différentes classes : les immunoglobulines G, M, A, E.

Ce sont surtout les IgG (monomères) et les IgM (pentamères) qui seront recherchées dans le diagnostic des maladies virales.

 

Apparition d'anticorps après infection et leur détection

Apparition d'anticorps après infection et leur détection

IV.4.1.3. Apparition d'anticorps après infection et leur détection

 

 Le test sérologique détectera :

  • La présence d’anticorps ou séropositivité : ceci signe le contact avec le virus mais ne permet pas de dater le moment de l’infection. Pour certains virus qui persistent dans l’organisme cela indique également l’état de porteur (exemple : le virus du SIDA ou VIH/HIV)
  • L’apparition d’anticorps entre deux sérums successifs prélevés généralement à un intervalle de 10 à 21 jours. On parle de séroconversion. Ceci indique qu’un premier contact a eu lieu autour du moment du premier prélèvement.
  • Une augmentation de la concentration d’anticorps entre deux sérums. Cette concentration s’exprime en titre ou en unités en fonction du test utilisé. Une augmentation indique qu’il y a eu une stimulation du système immunitaire : celle-ci peut être due à une infection récente ou à une réactivation virale symptomatique ou non.
  • La présence d’anticorps de la classe M (IgM), qui sont présent pendant les premiers mois après un contact.
  • La présence d’anticorps IgG de faible avidité. L’avidité des anticorps augmente au cours des mois succédant à une infection aiguë. Une faible avidité indique donc une infection récente.

Quelques exemples de tests sérologiques

Les tests d’agglutination.

Ils font appel à des particules microscopiques (latex, gélatine ou globules rouges) recouvertes d’un antigène viral avec ses épitopes, qui seront mélangées à une dilution de sérum. Les anticorps sont capables de lier deux épitopes et établiront donc des ponts entres les particules qui seront visibles comme une agglutination microscopique ou macroscopique.

Un problème pouvant survenir avec ce genre de test est l’effet « prozone » : lorsqu’il y a une très grande quantité d’anticorps, il y a déséquilibre entre la quantité d’anticorps et d’antigènes et la réaction ne se produit pas. Lorsque, dans ce cas, on dilue le sérum la réaction devient positive.

 

Définir le taux d’anticorps par titration

Avec le test d’agglutination le principe de la titration est aisément compris. Il s’agit d’établir une série de dilutions de sérums et d’effectuer la réaction de détection avec chaque dilution. La plus haute dilution offrant encore une réaction positive donnera le titre. Lorsqu’à une dilution de 1/32 on détecte encore les anticorps, mais plus à 1/64, on dit que le titre d’anticorps dans ce sérum est de 32.

IV.4.1.5. Titration d'un sérum pour la recherche d'anticorps

 

Lorsque les particules utilisées pour le test d'agglutination sont des globules rouges (avec leurs propres protéines de surface fortement glycosylées comme antigènes), on parle d'hémagglutination. Ce test est souvent utilisé, non pas pour la détection d'anticorps, mais pour la détection de particules virales se liant aux acides sialiques (comme le virus de la grippe).

ELISA ou EIA (Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay ou Enzyme ImmunoAssay)

Ces tests font appel à un conjugué couplant une enzyme à un anticorps de détection. Ces tests permettent une automatisation complète des tests et de cette façon de tester de nombreux sérums. Le principe est donné dans la figure.

L’ELISA permet aussi une évaluation du taux d’anticorps, mais au lieu de faire appel à une titration, il fait appel à une courbe standard pour comparer les valeurs obtenues. Dans ce cas le résultat sera exprimé en unités. Ces unités seront internationales (UI) si la comparaison se fait avec un standard international ou arbitraires (UA) s’il n’y a pas de standardisation.

Il existe de nombreuses variantes du test ELISA, comme les tests de capture et les tests compétitifs. Le principe peut également être modifié pour la détection d’antigènes.

Les tests sérologiques décrits dans cette section sont donc aussi utilisés pour l’identification de virus phytopathogènes à partir d’un extrait végétal. Ainsi, chaque année, des centaines de milliers d’ELISA sont réalisés pour détecter les virus potentiellement présents dans les pommes de terre destinées à la plantation, pour minimiser les risques de pertes de rendement liés à ces virus.

IV.4.1.6. Titration d'un sérum pour la recherche d'anticorps

Western blot

Lorsqu’on confirme un résultat obtenu en sérologie de routine, on utilise parfois un test dit Western blot (WB), qui est une modification du principe ELISA énoncé plus haut.

Dans le test WB, les protéines d’un lysat viral sont séparées en électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE), ensuite transférées (« blotting ») vers une feuille de nitrocellulose ou de nylon.

Cette feuille, découpée en lanières, permettra de tester les sérums pour rechercher les anticorps contre les différentes protéines avec une technique dont le principe ressemble à celle de l’ELISA décrit plus haut.

La réaction apparaît comme une bande de dépôt à l’endroit où se trouve la protéine concernée.

Préparation des bandes de Western blot

IV.4.1.7. Préparation des bandes de Western blot

Détection d'anticorps par Western blot

IV.4.1.8. Détection d'anticorps par Western blot

Résultat de détection d'anticorps

IV.4.1.9. Résultat de détection d'anticorps

Recherche des anticorps IgM

Dans les tests ELISA, le conjugué peut spécifiquement être dirigé contre une classe particulière d’immunoglobulines, les IgG ou les IgM. Les tests recherchant les IgM posent un certain nombre de problèmes, et de façon générale ils restent moins fiables que les tests IgG. Dans un test, suivant le format donné dans la figure IV.4.1.10 des résultats faussement négatifs ou positifs peuvent survenir. Des résultats faussement négatifs surviennent lorsqu’il y a beaucoup d’IgG accompagnant les IgM. Les IgG vont saturer les sites de réaction et ne permettront pas aux IgM de se fixer.

Test immuno-enzymatique pour la reconnaissance des IgM

IV.4.1.10. Test immuno-enzymatique pour la reconnaissance des IgM

Interférence du facteur rhumatoïde (FR) dans les ELISA IgM

 Par ailleurs, de nombreux facteurs peuvent intervenir pour créer des résultats faussement positifs. Le plus important est le facteur rhumatoïde (FR)  : il s’agit d’IgM réagissant de façon non spécifique avec des IgG complexées ou liées à un antigène. Lorsque dans le test ELISA des IgG spécifiques se sont liées à l’antigène et que ce complexe est reconnu par le facteur rhumatoïde présent dans le sérum du patient, une réaction de reconnaissance d’IgM se fera lors de l’ajout de conjugué, donnant faussement l’impression que des IgM spécifiques sont présentes.

Interférence du facteur rhumatoïde dans les ELISA IgM

IV.4.1.11. Interférence du facteur rhumatoïde dans les ELISA IgM

Il y a deux façons d’éviter l’effet du facteur rhumatoïde et en même temps d’empêcher l’effet d’une forte concentration d’IgG spécifiques :

1. Ajout d'anti-IgG : on dilue le sérum avec un diluant contenant des anticorps anti-IgG humaines. Ceci complexe les IgG (donc moins d’IgG en solution) et fixe le facteur rhumatoïde.

Ajout d'anti-IgG

IV.4.1.12. Ajout d'anti-IgG

2. Test de capture : on utilise un ELISA de capture d’IgM : les IgM sont capturées par des anticorps anti-IgM fixés sur la phase solide. Ensuite on détecte les IgM avec l’antigène viral concerné conjugué à une enzyme. Seules les IgM spécifiques réagissent.

Test de capture différenciant les IgM spécifiques et les IgM non spécifiques

IV.4.1.13. Test de capture différenciant les IgM spécifiques et les IgM non spécifiques

2. Recherche directe du virus

2.1. Microscopie éléctronique

Le microscope électronique est un outil qui permet de visualiser des objets extrêmement petits. Pour cette raison, il a été utilisé abondamment pour caractériser et identifier les virus. Conçu au cours des années 1930, notamment par Ernst Ruska qui obtiendra un prix Nobel pour cela en 1986, le microscope électronique à transmission « transmission electron microscope » (TEM) génère un faisceau d’électrons au départ d’une cathode soumise à un voltage très élevé. Ce faisceau d’électrons est dirigé sur un échantillon qu’il traverse pour en révéler l’image sur un écran fluorescent, une plaque photographique ou plus récemment sur une camera CCD qui peut alors révéler l’image en temps réel sur un moniteur.

D’autres microscopes comme le  microscope à balayage « Scanning Electron Microscope » (SEM) ou le microscope de force atomique « Atomic Force Microscope » (AFM) permettent aussi de visualiser la structure ou des détails de particules virales.

Si elle présente un intérêt certain pour la virologie, la microscopie électronique est cependant peu utilisée en regard de l’investissement requis et de la technicité élevée qu’elle implique.

Pour la mise en évidence de virus, on travaille généralement avec des grilles de cuivre ou de zinc recouvertes d’un fin film de carbone et/ou de formvar. On dépose ensuite sur ce film une préparation virale que l’on va colorer avec des agents comme l’acétate d’uranyle ou l’acide phosphotungstique. Les virus apparaissent alors en contraste négatif comme des structures claires sur un fond foncé. On parle de coloration négative.

La technique permet d’identifier le virus sur base de sa structure et de sa taille.
Son principal avantage est la rapidité de réalisation. On peut la combiner avantageusement avec les techniques immunologiques : on parle alors de décoration immunologique (la particule virale est entourée d’immunoglobulines qui lui donnent un aspect plus dense), d’immunosorbent electron microscopy (ISEM) lorsque l’on adsorbe les particules virales à l’aide d’immunoglobulines, un peu à la manière d’un ELISA. Dans certains cas, on a utilisé des particules métalliques sphériques pour marquer spécifiquement certaines structures virales (immunogold-labelling)

2.2. Culture virale

La culture de cellules (cell culture) permet de maintenir en croissance des cellules en conditions contrôlées. Ce procédé a été largement utilisé pour l’isolement et la maintenance de souches virales. Bien que cette approche soit souvent lente et qu’elle requiert une technicité élevée, elle a longtemps été considérée comme le standard pour les laboratoires de diagnostic de maladies virales humaines ou animales (Leland and Ginocchio, 2007). Son principal avantage est de permettre l’isolement d’un grand nombre de virus très différents.

Le chercheur va chercher à détecter, par examen microscopique de cellules en culture, des indices d’infection virale. Le spectre des effets est assez large et requiert une expérience conséquente. On peut citer le gonflement ou le rétrécissement des cellules, les regroupements ou la formation de syncytium pour aller dans certains cas jusqu’à la destruction complète. Ces changements sont appelés effets cytopathiques (cytopathic effects –CPE).

Certaines détections peuvent être réalisées endéans les premières 24h comme souvent pour le HSV (human Herpes Simplex Virus), mais d’autres demandent une période bien plus longue.
Dans certains cas, on va combiner le test à une hémadsorption (HAD) qui permettra l’identification spécifique de virus qui expriment des hémagglutinines.

Une détection directe d’antigènes viraux par fluorescence peut complèter adéquatement la technologie et raccourcir de façon importante la durée de la culture.

Les techniques de culture cellulaire ont beaucoup évolué au cours des dernières années pour offrir de nouveaux formats de culture et des alternatives intéressantes en terme de diagnostic.

D'autres techniques, comme l’inoculation d’œufs embryonnés ou encore d’animaux de laboratoire, si elles ne sont pas à proprement parler des techniques liées à la culture de cellules, permettent la mise en évidence de virus.

Côté virus de plantes, on a aussi utilisé les cultures de cellules végétales (protoplastes) pour la multiplication et l’étude de virus. Toutefois, la technicité élevée requise en a limité l’intérêt dans le cadre du diagnostic viral.

Effet cytopathique

IV.4.2.4. Effet cytopathique
Flèches noires : cellules normales
Flèches grises : après infection, des îlots de cellules commencent à s'arrondir
Flèches blanches : les cellules se détachent et meurent

 

2.3. Détection directe d'antigènes

La détection directe des protéines antigéniques d’origine virale permet dans de nombreux cas de poser un diagnostic rapide. Dans certains cas, cette détection est rapide et facile, comme par exemple pour la détection du virus respiratoire syncytial (RSV) dans des sécrétions respiratoires ou la détection d’une antigénémie dans les polymorphonucléaires neutrophiles lors d’une infection par le cytomegalovirus (CMV).

Lorsque le virus n’est pas cultivable, cette approche de détection directe est souvent privilégiée. Ce sera le cas par exemple pour la détection de l’antigène de surface du virus de l’hépatite B (AgHBs) présent dans le sang ou encore pour les virus qui infectent les plantes.

Lorsque le virus est cultivable, l’utilisation de la détection directe permet d’accélérer le diagnostic et d’obtenir une détection plus rapide.

Les techniques utilisées pour la détection directe d’antigènes sont les mêmes que celles utilisées pour la détection d’anticorps, déjà décrites. On va donc utiliser des techniques d’agglutination, de précipitation, ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay) ou d’immunofluorescence. Dans ce dernier cas, on va utiliser des anticorps anti-antigène marqués avec une molécule fluorescente, comme l’isothiocyanate de fluorescéine. L’examen de la préparation à l’aide d’un microscope à épifluorescence, qui émet une lumière ultraviolette, permet la détection d’une coloration spécifique en surface des cellules examinées.

Il est aussi possible de détecter les protéines virales après électrophorèse sur gel de polyacrylamide et transfert sur une membrane de nitrocellulose : on parle alors de « Western blot ». Cette technique permet notamment, outre la détection de la protéine virale, que l’on peut détecter au moyen d'anticorps, de mettre en évidence son poids moléculaire. Cette technique est également utilisée pour la recherche d’anticorps contre des composantes virales. (voir ci-dessus).

 

2.4. Détection d'acides nucléiques

Il est possible de détecter l’ADN ou l’ARN viral par hybridation. Le principe à la base de cette technique est tout simplement celui de la complémentarité des doubles brins ! Si l’on soumet les acides nucléiques à une température élevée (94°C), les brins se dissocient. Si lors du refroidissement, une sonde complémentaire à un des brins est présente, elle s’appariera alors au brin cible. Les sondes sont généralement marquées à l’aide de marqueurs radioactifs ou d’une molécule comme la digoxigénine, facilement identifiable. Appliquée à la détection de l’ARN, on va parler de « Northern blot », et de « Southern blot » lorsqu’il s’agit de détection d’ADN.

Cette technique est utilisée pour la détection de certains virus en anatomopathologie.  Elle est de moins en moins utilisée dans le domaine du diagnostic pur, mais conserve tout son intérêt pour l’étude du fonctionnement viral au sein de la cellule.

Mais depuis une vingtaine d’années, de nouvelles techniques ont véritablement révolutionné le domaine du diagnostic.

La réaction de polymérisation en chaîne (« polymerase chain reaction »  ou PCR) permet de copier une séquence nucléotidique connue un très grand nombre de fois ce qui en facilite la détection, à l’aide d’amorces spécifiques et d’un appareil appelé thermocycleur.

Thermocycleur

IV.4.2.7. Thermocycleur

Cet appareil est capable de répéter rapidement une série de cycles de chauffe et de refroidissements. L’excellente connaissance des génomes viraux a facilité ce développement technologique.

Dans le cas des virus à ARN, on réalisera d’abord une transcription inverse (reverse transcription) à l’aide d’une enzyme appelée transcriptase inverse (reverse transcriptase), avant la réalisation de la PCR. On parlera alors d’une RT-PCR.

La technique est maintenant largement utilisée en virologie et déclinée en plusieurs versions, comme la PCR multiplex qui vise l’amplification de plusieurs cibles au sein de la même réaction ou encore la PCR nichée (nested PCR), qui permet d’augmenter encore la sensibilité de la réaction en réalisant une PCR suivie d’une deuxième PCR ciblant une portion interne du premier amplicon produit.

La technique PCR, si elle offre l’avantage d’une très grande sensibilité, n’en présente pas moins des défauts !

Le premier est la difficulté de quantifier l’ADN ciblé. Ce problème a été contourné avec le développement de PCR quantitatives. La quantification de la fluorescence associée à une sonde Taqman® ou à un agent colorant comme le SYBR® green permet de quantifier l'ADN ciblé dans la réaction, en suivant l’élaboration des produits d’amplification au fur et à mesure de la réaction, sans devoir ouvrir le tube réactionnel : il s’agit d’une PCR quantitative en temps réel.

Un deuxième problème rencontré avec cette technologie est sa très grande sensibilité : une simple contamination de l’échantillon à tester peut conduire à des faux positifs. Cette limitation implique la mise en place de mesures strictes par le laboratoire de manière à limiter au maximum ces risques. Par ailleurs les produits d’amplification, fort riches en amplicons, sont une source importante de contamination, si on ne sépare pas clairement les zones de préparation des zones d’amplification dans le laboratoire. Ce risque n’existe par en cas de PCR en temps réel où le tube d’amplification reste fermé.

Troisième problème : les virus ont un génome extrêmement variable. Lorsque la séquence nucléotidique recherchée n’est plus exactement identique à celle ciblée par la PCR, cela peut entraîner des résultats faussement négatifs. Plusieurs solutions techniques minimisent ce problème : choix judicieux des amorces dans une zone très stable du génome, utilisation d’amorces dégénérées, c.à.d. où à une même position plusieurs nucléotides sont possibles.

La PCR et les techniques d’hybridation permettent de quantifier les acides nucléiques viraux, et donc les virus eux-mêmes ! On parle alors de charge virale. L’étude de la charge virale permet de suivre avec précision le développement d’une infection, de proposer des indications de traitement et d’en suivre les effets. Par exemple, la charge virale est actuellement souvent utilisée comme outil de suivi dans les infections par le virus de l’hépatite B, de l’hépatite C, de l’immunodéficience acquise (VIH ou HIV) ou le cytomégalovirus. De la même manière, on cherche à quantifier les virus pathogènes des végétaux au sein de cultures de protoplastes, pour comprendre leur fonctionnement au sein de la cellule végétale.

 

3. Caractérisation du virus

3.1. Classification précise du virus

Lors du diagnostic d’une infection virale, on peut s’arrêter à la morphologie générale, telle qu’observée par microscopie électronique (ex. : capside icosaédrique sans enveloppe de 28-30 nm), à la famille virale (ex. : Picornaviridae ou Herpesviridae), à la sous-famille (ex. : α-Herpesvirinae) ou à l’espèce (ex. : virus de l’hépatite C).

Diverses raisons peuvent pousser à identifier le virus de façon plus précise et il existe différentes classifications pour distinguer à l’intérieur des espèces virales :

Sérotypes : ils se distinguent l’un de l’autre par leurs antigènes, qu’on peut distinguer à l’aide d’anticorps spécifiques, d’où le nom de sérotype. Ces sérotypes sont parfois regroupés dans des sérogroupes.(ex. : les entérovirus sont classiquement reconnus comme sérotypes, comme par exemple echo 30)

Génotypes : ils se distinguent l’un de l’autre par la similitude de leur séquence nucléotidique. Nous avons vu sous « variation génétique » que les virus se modifient continuellement. Il est ainsi possible de les séparer d’après des regroupements phylogénétiques. Ces génotypes peuvent avoir une importance capitale dans la pathologie (ex. : Les papillomavirus peuvent appartenir à des génotypes différents, parmi lesquels ont peut distinguer des types bénins et malins. Ces derniers (surtout génotypes 16 et 18) sont associés par exemple au cancer du col de l’utérus) ou dans le traitement (ex. : les infections par les génotypes 2 et 3 du virus de l’hépatite C répondent mieux et plus rapidement au traitement que les infections par le génotype 1).

Electrophérotypes : cette distinction est typiquement utilisée pour les rotavirus. Ce sont des virus contenant un génome ARN segmenté en 11 segments. En faisant migrer l’ARN viral par électrophorèse, on obtient un patron de bandes représentant les différents segments. On observera une différence dès que le poids et la charge des segments diffèrent. Ce test fut fort utilisé jusqu’il y a quelques années pour suivre la dissémination des virus dans la population. Actuellement, on fait plus souvent appel à l'analyse phylogénétique.

Pathotypes : pour les virus des végétaux et des animaux non-humains, le spectre d’hôte, la capacité à infecter une plante particulière ou encore l’expression d’un phénotype particulier lors de l’infection sont des critères de distinction faciles et intéressants. On parle alors de pathotypes.

L’analyse phylogénétique : des séquences nucléotidiques des virus permet de construire des arbres dont les branches relient les séquences les plus similaires. Ces analyses permettent de retracer l’origine commune de certains virus, ce qui est particulièrement utile quand on recherche des chaînes de transmission, par exemple à l’intérieur d’une institution de soins de santé.

 

3.2. Résistance aux antiviraux

L’introduction de médicaments antiviraux a entraîné l’adaptation des virus avec l’apparition de résistances aux produits antiviraux.

Cas particulier des virus de plantes (en savoir plus)

On n’utilise pas d’antiviraux pour contrôler les virus de plantes, excepté dans le cadre de l’assainissement de végétaux, généralement en combinaison avec la thermothérapie et la culture de méristèmes apicaux.
Par contre, l’utilisation massive de plantes résistantes ou tolérantes au virus à pour effet de provoquer l’adaptation du virus à celle-ci. Dans ce cadre, on peut utiliser des techniques identiques à celles utilisées en médecine, la caractérisation phénotypique ou génotypique pour évaluer le risque de résistance. Par exemple, un type de résistance bien connu actuellement est liée aux facteurs d’initiation eucaryotique de la traduction que certains Potyviridae peuvent contourner par une seule mutation au sein de leur génome.

Actuellement, ce problème se manifeste surtout pour le virus du SIDA (VIH/HIV) et le virus de l’hépatite B. Les analyses permettent de rechercher la résistance d’un virus à un médicament donné par deux groupes de méthodes.

Analyse phénotypique : Par cette analyse, on recherchera la résistance d’un virus se répliquant in vitro pour un médicament donné. On peut travailler avec un virus isolé à partir du patient et qu’on a propagé en culture cellulaire. On peut aussi amplifier la région du génome viral qui code la cible du médicament (par exemple, la transcriptase inverse du virus du SIDA) et l’insérer dans un virus de référence dont on teste ensuite la sensibilité à la molécule antivirale. Les deux techniques présentent des avantages et des inconvénients, mais l’inconvénient majeur des deux est que ce sont des techniques longues et laborieuses.

Analyse génotypique : La région d'intérêt du génome viral est amplifiée et séquencée. On déduit alors, de cette séquence nucléotidique, la séquence en acides aminés de la protéine codée par cette région. Un certain nombre de mutations clés sont connues qui confèrent une résistance au virus. Souvent, les mutations sont multiples et il est nécessaire d’utiliser des algorithmes plus ou moins compliqués et régulièrement mis à jour pour interpréter ce qu’on voit. (Quelques sites de mise à jour d’algorithmes : l’ANRS française http://www.hivfrenchresistance.org/ ; Stanford database et Rega : http://hivdb.stanford.edu/ ) A cause de l’existence du phénomène de quasi-espèce et la possibilité d’une différence entre le virus produit (et donc détecté) et le virus latent, le génotypage a ses limites. Une précaution importante est d’effectuer ce genre d’analyse pendant le traitement par ce médicament. Ainsi la population virale examinée est composée de virus soumis à la pression sélective du traitement.

3.3. Charge virale

Les virus causant une virémie peuvent être quantifiés dans le sérum ou le plasma afin de suivre l’efficacité d’un traitement. On appelle la concentration virale, la charge virale. Différentes techniques ont été proposées pour quantifier le virus du SIDA, le virus de l’hépatite B et le virus de l’hépatite C. Actuellement, c’est surtout la PCR en temps réel qui est utilisée. Il existe des systèmes automatisés permettant de tester de grands nombres d’échantillons. Les résultats peuvent être exprimés en copies/ml ou en UI/ml, lorsque le dosage se fait par rapport à un standard international. Les variations de 0,3 à 0,5 log10 sont généralement considérées comme significatives.

Au niveau de la plante, des techniques similaires sont utilisées pour le dosage des virus au départ de l’ARN ou de l’ADN viral, via un extrait total des acides nucléiques d’un échantillon de plante. Il est ainsi capital de connaître la charge virale pour pouvoir comparer différents génotypes de plantes quant à leur résistance à l’infection virale. D’autres techniques, comme la détection par hybridation in situ ou détection immunologique, permettent de localiser l’infection virale et de mieux connaître sa distribution.